Efecto del choque térmico sobre la eficiencia en la triploidización y la sobrevivencia de larvas de rhamdia quelen

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Autores

Liliana Cardona
Martha Olivera
Mónica Botero
Ariel Tarazona

Resumen

La triploidía permite mejoras en el cultivo de peces, ya que se evita la madurez sexual, controla la superpoblación y aumenta la estabilidad en el desarrollo. Debido a su esterilidad, se pueden retrasar las cosechas, logrando peces de mayor peso y edad. El objetivo del estudio fue evaluar el efecto del choque térmico sobre la eficiencia en la triploidización y la sobrevivencia de larvas de Rhamdia quelen. Se emplearon dos hembras y tres machos sexualmente maduros, inducidos con extracto de hipófisis de carpa. Las ovas fueron inseminadas y siete minutos posfertilización, sometidas a choque térmico, con tres temperaturas: 34, 36 y 38°C y dos tiempos: 2 y 5 minutos. Posteriormente, fueron incubadas hasta el momento de la eclosión. Se registraron: temperatura, oxígeno y porcentajes de eclosión y de sobrevivencia. Se evaluó la ploidía de las larvas, mediante tinción con nitrato de plata de las regiones organizadoras de nucléolo (RON). El porcentaje de eclosión fue igual en el control y en los TTOs de 2 minutos; todos los TTOs de 5 minutos presentaron menor porcentaje de eclosión (p< 0.05). El porcentaje de sobrevivencia fue mayor al 91% en todos los tratamientos, sin diferencia estadística entre ellos. Los porcentajes de triploidía para los tratamientos con choque térmico, sin incluir el control, oscilaron entre 78,8 y 96,6%, sin observarse diferencia significativa entre ellos (p>0.05). Se concluye, que el choque térmico meiótico, con las tres temperaturas y con una duración de 2 y 5 minutos, induce la triploidía en Rhamdia quelen.

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Referencias

1. ALONSO, M.; TABATA, Y.; RIGOLINO, M.; TSUKAMOTO, R. 2000. Effect of induced triploidy on fin regeneration of juvenile rainbow trout, Oncorhynchus mykiss. J. Exp. Zool .(Brasil). 287:493-502.

2. ARVELO, F. 2002. Mitocondria y apoptosis. Acta Cient. Ven. 53:297-306.

3. ARAÚJO, H.; CORDERO, W.; RUGELES, C.; ATENCIO, V. 2003. Evaluación de las características seminales de Blanquillo Sorubim cuspicaudus inducido con ovaprim®. Rev. Col. Cienc. Pec. 16 (suplemento):78p.

4. BENFEY, T. 1999. The physiology and behavior of triploid fishes. Rev. Fish. Sci. (Inglaterra). 7(1):39-67.

5. BENFEY, T.; SUTTERLIN, A. 1984. Triploidy induced by heat shock and hydrostatic pressure in landlocked Atlantic salmon (Salmo salar L.). Aquacult (EE.UU). 42:359-367.

6. BORIN, L.; MARTINS, I.; OLIVEIRA, C. 2002. A natural triploid in Trichomycterus davisi (Siluriformes, Trichomycteridae): mitotic and meiotic characterization by chromosome banding and synaptonemal complex analyses. Genetica (EE.UU). 115:253-258.

7. CHIPPARI, A.; GOMES, L.; BALDISSEROTTO, B. 1999. Lethal temperature for silver catfish, Rhamdia quelen, fingerlings. J. Appl. Aquac. (Brasil). 9(4):11-21.

8. CRUZ-CASALLAS, P.E.; LOMBO-RODRÍGUEZ, D.A.; VELASCO-SANTAMARÍA, Y.M. 2005. Milt quality and spermatozoa morphology of captive Brycon siebenthalae (Eigenmann) broodstock. Aquacult. Res. 36:682-86.

9. DÍAZ, N.; NEIRA, R. 2005. Biotecnología aplicada a la acuicultura I. Biotecnologías clásicas aplicadas a la reproducción de especies cultivadas. Cie. Invest. Agraria (Chile). 32(1):45-59.

10. DUBEAU, S.; FENG, P.; TREMBLAY, G.; BRADLEY, T. 1998. Thermal shock of salmon in vivo induces the heat shock protein hsp 70 and confers protection against osmotic shock. Aquacult. 168:311-323.

11. FENOCCHIO, A.S.; BERTOLLO, L.A.C.; TAKAHASHI, C.S.; DIAS, A.L.; SWARÇA, A.C. 2003. Cytogenetic studies and correlated considerations on Rhamdiinae relationships (Pisces, Siluroidei, Pimelodidae). Cytologia. 68(4):363-368.

12. FLEURY, C.; MIGNOTE, B.; VAYSSIERE, J. 2002. Mitochondrial reactive oxygen species in cell death signaling. Biochimie (EE.UU). 84:131-141.

13. HARTL, F. 1996. Molecular chaperones in cellular protein folding. Nature. 381:571-580.

14. HERNÁNDEZ, D.; HUBERT, J.; BOURGEOIS, C. 1980. Ultrastructural localization of Ag-NOR stained proteins in the nucleolus during the cell cycle and in other nucleolar structures. Chromosoma (Inglaterra). 79: 42-362.

15. HILDEBRANDT, B.; WUST, P.; ALHERS, O.; DIEING, A.; SREENIVASA, G.; KERNER, T.; FELIX, R.; RIESS, H. 2002. The cellular and molecular basis of hyperthermia. Crit. Rev. Oncol. Hematol. (EE.UU). 43:33-56.

16. HUERGO, G.; ZANIBONI, E. 2006. Triploidy induction in JundiáRhamdiaquelen through hydrostatic pressure shock. J. Appl. Aquacult. 18(4):45-57.

17. HULATA, G. 2001. Genetics manipulations in aquaculture: a rewiew of stock improvement by classical and modern technologies. Genetica (EE.UU). 111:155- 173.

18. LINCOLN, R.; BYE, V. 1984. Triploid rainbows show commercial potential. Fish Farmer (EE.UU). 7:30- 32.

19. MAXIME, V. 2008. The physiology of triploid fish: current knowledge and comparisons with diploid fish. Fish Fisheries (Inglaterra). 9:67-78.

20. MORAES, V.; CEREALI, S.; FROEHLICH, O.; DIAS, A. 2007. Cytogenetic characterization of Rhamdia quelen (Siluriformes, Heptapteridae) from the Bodoquena Plateau, MatoGrosso do Sul, Brazil. Genetics Mol. Res. (Brasil).6(3):627-633.

21. PHILLIPS, R.; ZAJICEK, J.; IHSSEN, P.; JOHNSON, O. 1986. Application of silver staining to the identification of triploid fish cells. Aquacult. 54:313-319.

22. PIFERRER, F.; BEAUMONT, A.; FALGUIÈRE, J.C.; FLAJSHANS, M.; HAFFRAY, P.; COLOMBO, L. 2009. Polyploid fish and shellfish: Production, biology and applications to aquaculture for performance improvement and genetic containment. Aquacult. 293 (3- 4): 125-156.

23. PINEDA, H.; JARAMILLO, J.; ECHEVERRI, M.; OLIVERA, A. 2004. Triploidía en trucha arcoiris (Oncorhynchus mykiss): posibilidades en Colombia. Rev. Col. Cienc. Pec. 17(1):45-52.

24. RODRÍGUEZ, M. 2007. Fichas de especies. Acuicultura Uruguay. Disponible desde Internet en: http://www.dinara.gub.uy/fichas%20de%20especies/bagre%20negro.htm (con acceso 14/08/07).

25. ROLDÁN, G. 1992. Fundamentos de Limnología Neotroropical. Edit. Universidad de Antioquia, Medellín. 529p.

26. SCHMICKEL, R.; GONZALEZ, I.; ERICKSON, J. 1985. Nucleolus organizing genes on chromosome 21: recombination and non-disjunction. Ann. N.Y. Acad. Sci. 450:121-131.

27. SOLLER, F.; GUIMARÃES, R.; OROZCO, R.; SILVA, A. 2007. Triploidy induction by cold shock in the South American catfish, Rhamdia quelen (Siluriformes) (Quoy&Gaimard, 1824). Aquacult. 272S1:S110- S114.

28. STIVARI, M.; MARTINS-SANTOS, I. 2004. Karyotype diversity in two populations of Rhamdia quelen (Pisces, Heptapteridade). Cytologia (Japón). 69:25-34.

29. TABATA, Y. 2008. Biotecnologías aplicadas a truticultura. Rev. Col. Cienc. Pec. 21:455-522.

30. THORGAARD, G. 1983. Chromosome set manipulation and sex control. En: Hoard, W.S.; Randall, D.J.; Donaldson, E.M. (eds). Fish Physiology. Acad. Press. New York. p.405-434.

31. TIWARY, B.; KIRUBAGARAN, R.; RAY, A. 2004. The biology of triploid fish. Rev. Fish Biol. Fisheries (ReinoUnido).14:391-402.

32. VARELA, Z.; FISCHER, K.; FABIANO, G. 1982. Reproducción artificial de bagre negro Rhamdia sapo. Project reports. Montevideo. 34p. Disponible desde Internet en: http://www.fao.org/docrep/field/003/AC568S/AC568S01.htm (con acceso 15/08/2007).

33. VOZZI, A.; SÁNCHEZ, S.; PERMINGEAT, E. 2003. Inducción de triploidía en Rhamdia quelen (PISCES, PIMELODIDAE). Bol. Inst. Pesca, São Paulo. 29(1):87- 94.

34. WOYNAROVICH, E.; HORVÁTH, L. 1983. A propagação artificial de peixes de águas tropicais. Brasilia: FAO/ CODEVASF/CNPq. 220p.

35. ZHARSKAYA, O.; ZATSEPINA, O. 2007. The dynamics and mechanisms of nucleolar reorganization during mitosis. Cell Tissue Biol. (EE.UU). 1(4):277-292.

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