Detección de virus de ARN en cultivos de tomate del Oriente Antioqueño mediante secuenciación de alto rendimiento y RT-qPCR

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Autores

Yuliana Marcela Gallo García https://orcid.org/0000-0002-6018-453X
Pablo A. Gutiérrez Sánchez https://orcid.org/0000-0002-7003-6485
Mauricio Marín Montoya https://orcid.org/0000-0001-7123-2747

Resumen

En Antioquia, el cultivo de tomate (Solanum lycopersicum) se ve afectado por diversas enfermedades virales, que ocasionan la disminución en la calidad de los frutos y de los rendimientos; sin embargo, pocos estudios han identificado, a nivel de especie, los agentes causales de dichas enfermedades. En los últimos años, la secuenciación de alto rendimiento (HTS), se ha convertido en una herramienta eficiente de diagnóstico de fitopatógenos, permitiendo la detección y la caracterización genómica de un alto número de virus, en diferentes plantas. En este trabajo, se evaluó la presencia de virus de ARN infectando tomate var. Chonto del oriente Antioqueño, mediante HTS y RT-PCR, en tiempo real (RT-qPCR), en muestras de tejido foliar y en semillas. El análisis de HTS indicó la infección de los virus Potato virus S (PVS), Potato virus Y (PVY), Potato yellow vein virus (PYVV), Potato virus X (PVX), Southern tomato virus (STV) y Bell pepper endornavirus (BPEV), en los cultivos de tomate de esta región, obteniéndose los genomas completos de PYVV, STV y BPEV. Las pruebas de RT-qPCR indicaron la presencia de PYVV en el 100% de las muestras foliares analizadas, mientras que PVX, PVY, STV y PVS, se encontraron en niveles de 94,4, 77,8, 72,2 y 5,6%, respectivamente. La evaluación de estos virus en lotes de semilla sexual comercial y no comercial y en sus plantas derivadas evidenció la presencia de cinco virus en dicho material, con niveles de prevalencia del 13 al 93% e infecciones mixtas, que incluyeron combinaciones, desde dos a cinco virus.

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Referencias

1. ADAMS, I.P.; FOX, A.; BOONHAM, N.; MASSART, S.; DE JONGHE, K. 2018. The impact of high throughput sequencing on plant health diagnostics. European J. Plant Pathology. 152(4):909-919. https://doi.org/10.1007/s10658-018-1570-0

2. AGINDOTAN, B.O.; SHIEL, P.J.; BERGER, P.H. 2007. Simultaneous detection of potato viruses, PLRV, PVA, PVX and PVY from dormant potato tubers by TaqMan real-time RT-PCR. J. Virological Methods. 142(1-2):1-9. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2006.12.012

3. AGRONET. 2019. Red de información y comunicación del sector Agropecuario Colombiano. Disponible desde internet en: http://www.agronet.gov.co/estadistica/Paginas/default.aspx (con acceso 08/10/2019).

4. ALCALÁ, R.; COŞKAN, S.; LONDOÑO, M.; POLSTON, J. 2017. Genome sequence of Southern tomato virus in asymptomatic tomato “Sweet Hearts”. Genome Announcements. 5(7):1-2. https://doi.org/10.1128/genomeA.01374-16

5. ÁLVAREZ, D.; GUTIÉRREZ-SÁNCHEZ, P.; MARÍN, M. 2017. Secuenciación del genoma del Potato yellow vein virus (PYVV) y desarrollo de una prueba molecular para su detección. Bioagro. 29(1):3-14.

6. BOLGER, A.M.; LOHSE, M.; USADEL, B. 2014. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Genome Analysis. 30(15):2114-2120. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btu170

7. CANDRESSE, T.; MARAIS, A.; FAURE, C. 2013. First Report of Southern Tomato Virus on tomatoes in southwest France. Plant Disease. 97(8):1124-1124. https://doi.org/10.1094/PDIS-01-13-0017-PDN

8. COX A.; JONES, R. 2010. Genetic variability in the coat protein gene of Potato virus X and the current relationship between phylogenetic placement and resistance groupings. Archives of Virology, 155(8): 1349-1356. https://doi.org/10.1007/s00705-010-0711-3

9. FAOSTAT. 2019. Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la agricultura. Disponible desde Internet en: http://www.fao.org/faostat/es/#data/QC/visualize (con acceso 13/09/2019).

10. FRANCO-LARA, L.; RODRÍGUEZ, D.; GUZMÁN-BARNEY, M. 2013. Prevalence of Potato yellow vein virus (PYVV) in Solanum tuberosum group Phureja Fields in Three States of Colombia. Am. J. Potato Res. 90:324-330. https://doi.org/10.1007/s12230-013-9308-1

11. FUKUHARA, T. 2019. Endornaviruses: persistent dsRNA viruses with symbiotic properties in diverse eukaryotes. Virus Genes. 55(2):165-173. https://doi.org/10.1007/s11262-019-01635-5

12. GALLO, Y.; MARÍN, M.; GUTIÉRREZ, P. 2020. Detection of RNA viruses in Cape gooseberry (Physalis peruviana L.) by RNAseq using total RNA and dsRNA inputs. Archives of Phytopathology and Plant Protection. 53(9-10):395-413. https://doi.org/10.1080/03235408.2020.1748368

13. GALLO, Y.; SIERRA, A.; MUÑOZ, L.; MARÍN, M.; GUTIÉRREZ, P.A. 2019. Genome characterization of three Alstroemeria necrotic streak orthotospovirus (ANSV) isolates naturally infecting bell pepper (Capsicum annuum) in Antioquia (Colombia). Tropical Plant Pathology. 44(4):326-334. https://doi.org/10.1007/s40858-019-00292-1

14. GALLO, Y.; TORO, L.F.; JARAMILLO, H.; GUTIÉRREZ, P.A.; MARÍN, M. 2018. Identificación y caracterización molecular del genoma completo de tres virus en cultivos de lulo (Solanum quitoense) de Antioquia (Colombia). Rev. Col. Ciencias Hortícolas. 12(2):281-292. https://doi.org/10.17584/rcch.2018v12i2.7692

15. GALLO, Y.M.; JARAMILLO-MESA, H.; TORO-FERNÁNDEZ, L.F.; MARÍN-MONTOYA, M.; GUTIÉRREZ, P.A. 2018. Characterization of the genome of a novel ilarvirus naturally infecting Cape gooseberry (Physalis peruviana). Archives of Virology. 163(6):1713-1716. https://doi.org/10.1007/s00705-018-3796-8

16. GARCÍA RUÍZ, D.; OLARTE QUINTERO, M.A.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A.; MARÍN MONTOYA, M.A. 2016. Detección serológica y molecular del Potato virus X (PVX) en tubérculos-semilla de papa (Solanum tuberosum L. y Solanum phureja Juz. Bukasov) en Antioquia, Colombia. Rev. Col. de Biotecnología. 18(1):1-8. https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v18n1.51389

17. GUTIÉRREZ, P.; ALZATE, J.; MARÍN, M. 2012. Pirosecuenciación del genoma de una cepa andina de Potato virus S (PVS, Carlavirus) infectando Solanum phureja (Solanaceae) en Colombia. Rev. Facultad de Ciencias Básicas. 8(1):84-93.

18. GUTIÉRREZ, P.A.; ALZATE, J.F.; MARÍN, M. 2015. Complete genome sequence of an isolate of Potato virus X (PVX) infecting Cape gooseberry (Physalis peruviana) in Colombia. Virus Genes. 50(3): 518-522. https://doi.org/10.1007/s11262-015-1181-1

19. GUTIÉRREZ, P.A.; ALZATE, J.F.; MARÍN, M.A. 2013. Complete genome sequence of a novel potato virus S strain infecting Solanum phureja in Colombia. Archives of Virology. 158(1):2205-2208. https://doi.org/10.1007/s00705-013-1730-7

20. GUZMÁN-BARNEY, M.; HERNÁNDEZ, A.K.; FRANCO, L. 2013. Tracking foliar symptoms caused by tuber-borne Potato yellow vein virus (PYVV) in Solanum phureja (Juz et Buk) cultivar "Criolla Colombia". American J. Potato Research. 90(3):284-293. https://doi.org/10.1007/s12230-013-9303-6

21. HANSSEN, I.; LAPIDOT, M.; THOMMA, B. 2010. Emerging Viral Diseases of Tomato Crops. Molecular Plant-Microbe Interactions. 23(5):539-548. https://doi.org/10.1094/MPMI-23-5-0539

22. HASS, B.; PAPANICOLAOU, A.; YASSOUR, M. 2013. De novo transcript sequence reconstruction from RNA-Seq: reference generation and analysis with Trinity. Nature Protocols. 8:1494-1512.

23. HILY, J.M.; CANDRESSE, T.; GARCIA, S.; VIGNE, E.; TANNIÈRE, M.; KOMAR, V.; LEMAIRE, O. 2018. High-throughput sequencing and the viromic study of grapevine leaves: From the detection of grapevine-infecting viruses to the description of a new environmental Tymovirales member. Frontiers in Microbiology. 9(9):1782. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.01782

24. HULL, R. 2014. Plant Virology (Fifth Edition). Boston: Academic Press. 1118p.

25. KUMAR, S.; STECHER, G.; TAMURA, K. 2016. MEGA7: Molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger datasets. Mol. Biol. Evol. 33(7):1870-1874. https://doi.org/10.1093/molbev/msw054

26. LANGMEAD, B.; SALZBERG, S. 2013. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat Methods. 9(4):357-359. https://doi.org/10.1038/nmeth.1923

27. MAREE, H.J.; FOX, A.; AL RWAHNIH, M.; BOONHAM, N.; CANDRESSE, T. 2018. Application of HTS for routine plant virus diagnostics: State of the art and challenges. Frontiers in Plant Science. 9:1082. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01082

28. MEDINA, H.C.; P.A. GUTIÉRREZ, P.A.; MARÍN, M. 2015. Detección del potato virus Y (PVY) en tubérculos de papa mediante TAS-ELISA y qRT-PCR en Antioquia (Colombia). Bioagro. 27(2):83-92.

29. MUÑOZ-BAENA, L.; GUTIÉRREZ-SÁNCHEZ, P.; MARÍN-MONYOYA, M. 2016. Detección y secuenciación del genoma del Potato Virus Y (PVY) que infecta plantas de tomate en Antioquia, Colombia. Bioagro. 28(2):69-80.

30. MUÑOZ-BAENA, L.; GUTIÉRREZ-SÁNCHEZ, P.; MARÍN-MONTOYA, M. 2017a. Secuenciación del genoma completo del Potato yellow vein virus (PYVV) en tomate (Solanum lycopersicum) en Colombia. Acta Biológica Colombiana. 22(1):5-17. https://doi.org/10.15446/abc.v22n1.59211

31. MUÑOZ-BAENA, L.; MARÍN-MONTOYA, M.; GUTIÉRREZ, P.A. 2017b. Genome sequencing of two Bell pepper endornavirus (BPEV) variants infecting Capsicum annuum in Colombia. Agronomía Colombiana. 35(1):44-52. https://doi.org/10.15446/agron.colomb.v35n1.60626

32. NIE, X.; SINGH, R.P. 2001. A novel usage of random primers for multiplex RT-PCR detection of virus and viroid in aphids, leaves and tubers. J. Virological Methods. 91:37-49. https://doi.org/10.1016/S0166-0934(00)00242-1

33. PUCHADES, A.; CARPINO, C.; ALFARO-FERNANDEZ, A.; FONT-SAN-AMBROSIO, M.; DAVINO, S.; GUERRI, J.; GALIPIENSO, L. 2017. Detection of Southern tomato virus by molecular hybridisation. Annals of Applied Biology. 171(2):172-178. https://doi.org/10.1111/aab.12367

34. SABANADZOVIC, S.; VALVERDE, R.A.; BROWN, J.K.; MARTIN, R.R.; TZANETAKIS, I.E. 2009. Southern tomato virus: The link between the families Totiviridae and Partitiviridae. Virus Research. 140(1-2):130-137. https://doi.org/10.1016/j.virusres.2008.11.018

35. SINGH, M.; SINGH, R.P.; FAGERIA, M.S. 2012. Optimization of a Real-Time RT-PCR assay and its comparison with ELISA, conventional RT-PCR and the grow-out test for large scale diagnosis of potato virus Y in dormant potato tubers. American J. Potato Res. 90(1):43-50. https://doi.org/10.1007/s12230-012-9274-z

36. TURCO, S.; GOLYAEV, V.; SEGUIN, J.; GILLI, C.; FARINELLI, L.; BOLLER, T.; SCHUMPP, O.; POOGGIN, M. 2018. Small RNA-omics for virome reconstruction and antiviral defense characterization in mixed infections of cultivated Solanum plants. Mol. Plant-Microbe Interact. 31:707-723.

37. VALLEJO, D.; GUTIÉRREZ, P.; MARÍN, M. 2016. Genome characterization of a Potato virus S (PVS) variant from tuber sprouts of Solanum phureja Juz. et Buk. Agronomia Colombiana. 34(1):51-60. https://doi.org/10.15446/agron.colomb.v34n1.53161

38. VALVERDE, R.A.; NAMETH, S.T.; JORDAN, R.L. 1990. Analysis of double-stranded RNA for plant virus diagnosis. Plant Disease. 74:255-258.

39. WILM, A.; POH, P.; AW, K.; BERTRAND, D.; HUI, G.; YEO, T.; NAGARAJAN, N. 2012. LoFreq: a sequence-quality aware, ultra-sensitive variant caller for uncovering cell-population heterogeneity from high-throughput sequencing datasets. Nucleic Acid Research. 40(22):11189-11201. https://doi.org/10.1093/nar/gks918

40. XU, C.; SUN, X.; TAYLOR, A.; JIAO, C.; XU, Y.; CAI, X.; WANG, Q. 2017. Diversity, distribution, and evolution of tomato viruses in China uncovered by small RNA sequencing. J. Virology. 91(11):JVI.00173-17. https://doi.org/10.1128/JVI.00173-17

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